(18.207.253.100) 您好!臺灣時間:2021/05/06 09:03
字體大小: 字級放大   字級縮小   預設字形  
回查詢結果

詳目顯示:::

我願授權國圖
: 
twitterline
研究生:施姵岑
研究生(外文):Pei-Tsen Shih
論文名稱:石蓴寡醣之生產與其生理活性之探討
論文名稱(外文):Studies on Production and Bioactivities of Oligosaccharides of Ulva lactuca
指導教授:潘崇良
指導教授(外文):Chorng-Liang Pan
學位類別:碩士
校院名稱:國立臺灣海洋大學
系所名稱:食品科學系
學門:農業科學學門
學類:食品科學類
論文種類:學術論文
論文出版年:2009
畢業學年度:97
語文別:中文
論文頁數:119
中文關鍵詞:石蓴寡醣生理活性
外文關鍵詞:Ulva oligosaccharidesBioactivities
相關次數:
  • 被引用被引用:26
  • 點閱點閱:594
  • 評分評分:系統版面圖檔系統版面圖檔系統版面圖檔系統版面圖檔系統版面圖檔
  • 下載下載:0
  • 收藏至我的研究室書目清單書目收藏:0
中文摘要


本研究嘗試以多種酵素組合生產石蓴寡醣,並區別寡醣組成成分、及探討其抗氧化、抗凝血、對胺酸?活性抑制能力、及對人類 黑色素腫瘤細胞 (A375 cell) 與人類皮膚纖維母細胞 (CCD-966SK cell) 之影響等生理活性。以 ulvan 誘導 Aeromonas salmonicida MAEF108 與 Pseudomonas vesicularis MA103 所產的粗酵素液,分別命名為 UI-8 與 UI-3,並使用 0.2 U/mL 之酵素用量,於 40oC下 水解石蓴熱萃多醣液 (ulvan),所產之石蓴寡醣 (< 3 kDa) 其產率高達 28%;使用 5 U/mL cellulase 於 37oC 下所產之石蓴寡醣 (< 3 kDa),其產率為 12%,相較下高出約 2.3 倍。抗氧化能力方面,清除 DPPH 自由基能力與螯合亞鐵離子能力,Ulvan 以 0.2 U/mL 之 UI-8 與 UI-3接續反應後,所產之石蓴寡醣 (> 3 kDa 與 < 3 kDa) 個別可達 17.94%、35.85% 與 9.48%、40.90%。抗凝血活性方面,以 UI-8 與 UI-3 水解 ulvan 所產之石蓴寡醣,於人血漿測定凝血?原時間 (prothrombin time, PT) 與活化部份凝血活?時間 (activited partial thromboplastin time, APTT)。在 PT 測定中,石蓴寡醣與對照組之 吸光值相似,且無延長 PT;於 APTT測試中,石蓴寡醣之吸光值比對照組高。於 40oC下,Ulvan 經 UI-8與UI-3 接續反應,所產之 石蓴寡醣 (< 3 kDa),以 62.5 �慊/mL濃度下,對酪氨酸?抑制能力達 25%;3.91 - 2000 �慊/mL石蓴寡醣 (> 3 kDa 與 < 3 kDa) 培養 48 hr下,可抑制A375 cell,存活率約 57 - 65%;250 - 2000 �慊/mL的石蓴寡醣 (> 3 kDa 與 < 3 kDa) 培養 24 hr下,CCD-966SK cell 存活率 高達 120 - 220%,顯示對CCD -966SK cell 有增生之效果。於40 oC下,Ulvan經 UI-8 與 UI-3 接續反應後,所產之石蓴寡醣 (< 3 kDa),不僅提高石蓴寡醣之產率,且具抗氧化、能有效抑制 A375 cell、及對 CCD -966SK cell 有增生效果,且具有開發為新型態保健食品或 皮膚保養品之潛力。
Abstract

This study attempts to produce oligosaccharides of Ulva by various enzymes combinations and distinction the oligosaccharide composition, their antioxidant properties, anticoagulant, tyrosinase inhibition activity, effect on human malignant melanoma cells (A375 cell), and human skin fibroblast (CCD-966SK cell) were studied. The crude enzymes from Aeromonas salmonicida MAEF108 and Pseudomonas vesicularis MA103 which were induced by ulvan named UI-8 and UI-3, respectively. Additionally, ulvan were hydrolyzed by 0.2 U/mL of UI-8 and UI-3 which followed up reaction at 40oC to produce oligosaccharides of Ulva. The yield of oligosaccharides of Ulva (< 3 kDa) were as high as 28%, on the other hand, by 5 U/mL cellulase at 37oC reaction then the yield were 12%. In evaluating the yield of oligosaccharides, ulvan were hydrolyzed by UI-8 and UI-3 to produce higher about 2.3 folders than by cellulase. 0.2 U/mL UI-8 and UI-3 which followed up reaction at 40oC to produce Ulva oligosaccharides > 3 kDa (OS-UI-4 > 3 kDa) and < 3 kDa (OS-UI-4 < 3 kDa). In terms of antioxidative activities, the scavenging effect on DPPH free radicals in OS-UI-4 > 3 kDa and OS-UI-4 < 3 kDa were 17.94% and 35.85%. In evaluating the chelating effects on ferrous ions, OS-UI-4 > 3 kDa and OS-UI-4 < 3 kDa were 9.48% and 40.90%. Ulvan were hydrolyzed by UI-8 and UI-3 to prodce oligosaccharides of Ulva (OS-UI). In the experiment of anticoagulant activities, the analysis by prothrombin time (PT) and activated partial thromboplastin time (APTT) on human plasma. In the analysis of PT, OS-UI and control group were similar to the optical density (OD660nm) and no extension for PT. In the analysis of APTT, the optical densities of OS-UI were higher than control group. In term of tyrosinase inhibition activity was highest in OS-UI-4 < 3 kDa of 62.5 �慊/mL (about 25%). OS-UI-4 > 3 kDa and OS-UI-4 < 3 kDa of 3.91 to 2000 �慊/mL were cultured on A375 cell for 48 hr. Experimental data showed cell viability of A375 cell were about 57 - 65%. OS-UI-4 > 3 kDa and OS-UI-4 < 3 kDa of 250 - 2000 �慊/mL were cultured on CCD-966SK cell for 24 hr. The result showed cell viablitiy of CCD-966SK cell were as high as 120 - 220%. In coclusion, OS-UI-4 > 3 kDa and OS-UI-4 < 3 kDa showed antioxidant activities promotion, A375 cell inhibition effect, and CCD-966SK cell proliferation effect, serving as the basis for development of a novel form of health food or the skin care products in the future.
目錄


目錄 i
表目錄 vii
圖目錄 ix
附錄 xiii
中文摘要 xiv
英文摘要 xv
壹、前言 01
貳、文獻整理 03
一、海藻 03
1-1. 大型藻類 03
1-2. 微藻 04
二、石蓴 04
2-1. 石蓴 (Ulva lactuca) 之來源與應用 05
2-2. 石蓴之成份與營養價值 05
2-3. 石蓴多醣與石蓴寡醣之生理活性 07
三、海藻多醣 07
3-1. 海藻多醣之定義與特性 07
3-2. 海藻多醣之萃取方法 09
3-3. 海藻多醣之應用 09
3-4. 海藻多醣之生理活性 10
四、海藻寡醣 11
4-1. 海藻寡醣之萃取方法 11
4-2. 海藻寡醣之生理活性 12
五、洋菜?之介紹與應用 14
5-1. 洋菜? 14
5-2. 藻類原生質體之製作 14
5-3. 海藻多醣之生產與黏度降低 15
5-4. 藻類組成之分析 15
六、海藻多醣與海藻寡醣之洋菜?水解物 16
6-1. 生理活性 16
6-1-1. 免疫性 16
6-1-2. 益菌性 16
6-1-3. 抗氧化性 17
6-1-4. 抗凝血 19
6-1-5. 抗病毒 20
6-1-6. 抗制突變 21
6-1-7. 抑制血管收縮素轉化酵素 23
6-2. 應用 23
6-2-1. 美白應用 23
6-2-2. 藻類防禦反應 24
6-3. 抗凝血活性測定 25
6-3-1. 凝血原?時間 (Prothrombin time, PT) 25
6-3-2. 活化部份凝血活?時間 (Activited partial thromboplastin time, APTT) 26
七、海藻寡醣組成成分鑑定 26
7-1. 薄層層析法 (Thin-layer chromatography, TLC) 26
7-2. 高效能液相層析法 (High-performance liquid chromatography, HPLC) 27
7-3. 傅立葉轉換紅外線吸收光譜法 (Fourier-transformed
infrared spectroscopy, FTIR) 28
7-4. 磁核共振光譜法 (Nuclear magnetic resonance, NMR) 28
7-5. 液相層析串連質譜分析法 (Liquid chromatography/
mass spectrometry/mass spectrometry, LC-MS-MS) 29
參、實驗設計 31
肆、實驗材料與方法 32
一、實驗材料 32
1-1. 原料 32
1-2. 實驗菌株與細胞株 32
1-2-1. 洋菜?生產菌株 32
1-2-2. 細胞株 34
1-3. 試驗藥品 34
1-4. 儀器設備 35
1-5. 培養基組成 36
1-6. 洋菜?反應基質 37
1-7. 石蓴誘導酵素反應基質 37
1-8. DNS 溶液 37
二、實驗方法 37
2-1. 菌種保存與活化 37
2-1-1. 菌株保存 37
2-1-2. 菌株活化 38
2-2. 一般成份分析 38
2-2-1. 水分 38
2-2-2. 灰分 38
2-2-3. 粗蛋白 38
2-2-4. 粗脂肪 39
2-3. 洋菜?之生產與活性測定 39
2-3-1. 洋菜?之生產 39
2-3-2. 洋菜?的活性測定 40
2-4. 經 ulvan 誘導 Pseudomonas vesicularis
MA103 與 Aeromonas salmonicida MAEF108
所產之粗酵素液與其活性測定 40
2-4-1. 石蓴熱萃多醣液之製備 40
2-4-2. 菌株活化與誘導 40
2-4-3. 石蓴誘導酵素之最佳誘導條件 41
2-4-3-1. 誘導時間與溫度 41
2-4-3-2. 反應基質 41
2-4-4. 石蓴誘導酵素之生產 41
2-4-5. 石蓴誘導酵素的活性測定 42
2-5. 石蓴熱萃多醣液、石蓴寡醣酵素水解液、
石蓴寡醣區分液、及其寡醣產物分析 42
2-5-1. 酵素篩選 42
2-5-2. 酵素用量 42
2-5-3. 石蓴寡醣區分液之生產 43
2-5-4. SephacrylR S-200 HR 膠體過濾層析 43
2-5-5. 總醣量測定 43
2-5-6. 還原醣測定 44
2-5-7. 硫酸基含量測定 44
2-5-8. HPLC 分析 45
2-6. 石蓴寡醣酵素水解液與石蓴寡醣區分液之
抗氧化活性 45
2-6-1. 清除DPPH 自由基能力之測定 45
2-6-2. 亞鐵離子螯鐵能力之測定 45
2-7. 以石蓴寡醣區分液評估美白效果 46
2-7-1. 抑制酪胺酸?活性測定 46
2-7-2. 對人類黑色素腫瘤細胞 (A375 cell) 存活率
的影響 46
2-8. 以石蓴寡醣區分液評估抗老化之功效 47
2-8-1. 細胞培養 47
2-8-2. 細胞存活率 (MTT assay) 47
2-8-3. 對人類皮膚纖維母細胞 (CCD-966SK cell)
存活率的影響 48
2-9. 石蓴寡醣酵素水解液與石蓴寡醣區分液之
抗凝血活性 48
2-9-1. 凝血?原時間 (Prothrombin time, PT) 48
2-9-2. 活化部份凝血活?時間 (Activited partial thromboplastin time, APTT) 48
2-10. 統計分析 48
伍、結果與討論 49
一、成份分析 49
二、石蓴熱萃多醣液 (ulvan) 之醣類分析 49
三、石蓴寡醣之生產條件探討 50
3-1. 以六種市售酵素、MA103-crude agarases、或
MAEF108-crude agarases水解 ulvan 50
3-2. 探討以 ulvan 誘導P. vesicularis
MA103 與 A. salmonicida MAEF108
所產的粗酵素液 (UI-3與UI-8) 之誘導條件 51
3-3. 以UI-3 與 UI-8 水解 ulvan 52
3-4. 比較多種酵素組合生產石蓴寡醣 (OS-U2) 之產率 53
四、石蓴寡醣之生理活性 54
4-1. 抗氧化 54
4-2. 抗凝血 55
4-3. 對胺酸?活性抑制能力及對人類黑色素腫瘤細胞
(A375 cell) 之影響 57
4-4. 對人類皮膚纖維母細胞 (CCD-966SK cell) 之影響 57
陸、結論 59
柒、參考文獻 61
捌、附錄 114

表目錄
表一、石蓴粉末的一般成份 72
表二、2% 與 5% (w/v) 石蓴多醣熱萃液經 1 kDa 膜超過濾
去鹽前後之pH、總醣量、及還原醣含量 73
表三、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液 (pH 5.6) 經 5 U/mL
alginate lysase、��-amylase、cellulase、
-glucuronidase、macerozyme、MA103-crude agarases、
MAEF108-crude agarases、或 xylanase 於其最適溫度與
pH 條件下水解24 hr 之pH、總醣量、 及硫酸基含量 74
表四、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣經上述 8 種酵素水解 24 hr後,並經
3 kDa 膜超過濾得到 < 3 kDa 石蓴寡醣水解區分液的寡醣產率 75
表五、經0.15% ulvan誘導 P. vesicularis MA103 與
A. salmonicida MAEF108 所產之粗酵素液
(UI-3與UI-8) 的酵素活性 76
表六、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之UI-3
與UI-8 於 30oC 或 40oC 水解 48 hr 後之pH、
總醣量與硫酸基含量 77
表七、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC水解 48 hr 後之pH、
總醣量、及硫酸基含量 78
表八、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC水解 48 hr 後之總醣量與硫酸基含量 79
表九、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC 水解 48 hr 後並經超過濾區分出 2 段寡醣水解區分液(< 3 與 > 3 kDa) 之總醣量與硫酸基含量 80
表十、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣經 0.2 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC 水解 48 hr並
經 3 kDa 膜超過濾得到 < 3 kDa 石蓴寡醣水解區分液的寡醣產率 81
表十一、 2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之UI-3 與 UI-8 於 30oC 或 40oC 水解 48 hr 後對 DPPH 自由基之清除效應、及對亞鐵離子
螯合效應 82
表十二、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC 水解 48 hr 後
對 DPPH 自由基之清除效應、及對亞鐵離子 螯合效應 83
表十三、 2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC 水解 48 hr 後
對 DPPH 自由基之清除效應、及對亞鐵離子 螯合效應 84
表十四、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之UI-3
與 UI-8 於 30oC 或 40oC水解 48 hr 後並
經超過濾區分出 2 段寡醣水解區分液 ( < 3 與 > 3 kDa) 之對 DPPH 自由基之清除效應、及對亞鐵離子螯合效應 85

圖目錄
圖一、石蓴熱萃多醣液之SephacrylR S-200 HR膠體
過濾層析圖 86
圖二、石蓴熱萃多醣液經 3 kDa 膜超過濾得到
< 3 kDa 石蓴寡醣區分液之高效能液相層析圖 87
圖三、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液 (pH 5.6) 經 5 U/mL
alginate lysase、��-amylase、cellulase、��-gluc-
uronidase、macerozyme、MA103-crude agarases、
MAEF108-crude agarases、或 xylanase 於其
最適溫度與pH條件下水解 24 hr 後之還原醣含量變化 88
圖四、以 5 U/mL (a) alginate lysase、(b) ��-amylase、
(c) cellulase、或 (d) ��-glucuronidase、水解
2% (w/v) 石蓴多醣熱萃液 24 hr 並經 3 kDa
膜超過濾得到 < 3 kDa 石蓴寡醣水解區分液
之高效能液相層析圖 89
圖五、以 5 U/mL (a) macerozyme、(b) MA103-crude
agarases、(c) MAEF108-crude agarases、或 (d)
xylanase水解 2% (w/v) 石蓴多醣熱萃液 24 hr
並經 3 kDa 膜超過濾得到 < 3 kDa 石蓴寡醣
水解區分液之高效能液相層析圖 90
圖六、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之UI-3與UI-8 於 (a) 30oC 或 (b) 40oC水解 48 hr之還原醣含量變化 91
圖七、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之 UI-3 與 UI-8 於 (a) 30oC 或 (b) 40oC水解 48 hr 之還原醣含量變化 92
圖八、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之UI-3 與 UI-8 於 (a) 30oC、或(b) 40oC水解 48 hr 之還原醣含量變化 93
圖九、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經的UI-3 與 UI-8 以
(a) OS-U2-UI-8-0.2-30、(b) OS-U2-UI-83-0.2-30、
(c) OS-U2-UI-83-0.2-40之水解條件水解 48 hr 後並經 3 kDa 膜超過濾得到 < 3 kDa 石蓴寡醣之高效能液相層析圖 94
圖十、以不同濃度之 > 3kDa 及 < 3 kDa 之石蓴寡醣
(OS-U2-UI-83-0.2-40) 或 Vitamine C 對
酪胺酸?活性抑制變化 95
圖十一、以不同濃度之 > 3kDa 及 < 3 kDa之石蓴寡醣
(OS-U2-UI-83-0.2-40) 培養 24 hr,對人類皮膚
黑色素瘤細胞 A375 成長的影響 96
圖十二、以不同濃度之 > 3kDa 及 < 3 kDa之石蓴寡醣
(OS-U2-UI-83-0.2-40) 培養 48 hr,對人類皮膚
黑色素瘤細胞 A375 成長的影響 97
圖十三、以不同濃度之 > 3kDa 及 < 3 kDa之石蓴寡醣
(OS-U2-UI-83-0.2-40) 培養 24 hr,對人類皮膚
纖維母細胞 CCD-966SK 成長的影響 98
圖十四、以不同濃度之 > 3kDa 及 < 3 kDa之石蓴寡醣
(OS-U2-UI-83-0.2-40) 培養 48 hr,對人類皮膚
纖維母細胞 CCD-966SK 成長的影響 99
圖十五、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之以
UI-3 與UI-8 於 30oC 水解 48 hr 於兔血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 100
圖十六、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之
UI-3 與 UI-8 於 40oC 水解 48 hr 於兔血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 101
圖十七、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之
UI-3 與UI-8 於 30oC 水解 48 hr 於兔血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 102
圖十八、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之
UI-3 與 UI-8 於 40oC 水解 48 hr 於兔血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 103
圖十九、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之
UI-3 與 UI-8 於 30oC 水解 48 hr 於兔血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 104
圖二十、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之
UI-3 與UI-8 於 40oC 水解 48 hr 於兔血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 105
圖二十一、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之
UI-8 於 30oC 水解 48 hr並經超過濾區分出
2段寡醣水解區分液 ( < 3 kDa 與 > 3 kDa OS-U2-UI-8-0.2-30) 於兔血漿之凝血?原時間 與活化部份凝血活?時間 106
圖二十二、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之
UI-3 與 UI-8 於 30oC 水解 48 hr 於人血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 107
圖二十三、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.05 U/mL 之
UI-3 與UI-8 於 40oC水解 48 hr 於人血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 108
圖二十四、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之
UI-3 與 UI-8 於 30oC 水解 48 hr 於人血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 109
圖二十五、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.1 U/mL 之
UI-3 與UI-8 於 40oC 水解 48 hr 於人血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 110
圖二十六、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之
UI-3 與 UI-8 於 30oC 水解 48 hr 於人血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 111
圖二十七、2% (w/v) 石蓴熱萃多醣液經 0.2 U/mL 之
UI-3 與UI-8 於 40oC 水解 48 hr 於人血漿之
凝血?原時間與活化部份凝血活?時間 112

附錄目錄
附錄一、Agarose 的基本構造及洋菜?作用位置 113
附錄二、凝固試驗流程圖 114
附錄三、凝血?原時間與活化部份凝血活?時間之路徑圖 115
附錄四、標準品Blue dextran (200 kDa) 與 rhamnose
(182.2 Da) 於 SephacrylR S-200 HR 膠體過濾層析中的分佈情況 116
附錄五、Alginate lysase、��-amylase、cellulase、��-glucuronidase、macerozyme、MA103-crude agarases、MAEF108-crude agarases、及 xylanase 之最適溫度與pH 117
附錄六、標準品 (a) arabinose 與 maltose、(b) galactose、
(c) rhamnose 與 lactose、及 (d) xylose 與 sucrose之高效能液相層析圖 118
附錄 7、 以 HPLC 分析下之石蓴寡醣區分液 (< 3 kDa)
的積分面積 119
王艷梅,李智恩,徐祖洪。2000。孔石蓴化學組成和藥用活性研究進展。海洋科學,24: 25-27。
江仁淳。2001。臺灣重緣葉馬尾藻海藻多醣體之免疫調節功能評估。 國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文,基隆,臺灣。
何敏夫。2002。血液學 (3nd ed)。合記圖書出版社,臺北。
吳志軍,徐祖洪,李智恩。2003。孔石蓴熱水提取多醣的研究。海洋 科學,27: 5-7。
吳欣蕙。2007。Pseudomonas vesicularis MA 103 菌株所產agarases PV-1與PV-2之純化與性質探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
吳純衡。2008。藻類機能性成份在保健、保養品應用之研發。海洋藻類資源與產業發展研討會,p. 142-157,2008年10 月17 日,基隆。
吳紹祺。1999。海洋細菌所產 agarases 生產條件與海藻多醣經 agarase 分解所得寡醣類組成之探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士 學位論文。基隆,臺灣。
吳紹祺。2005。海藻多醣洋菜?水解物及其發酵產物之生理活性研究。國立臺灣海洋大學食品科學系博士學位論文。基隆,臺灣。
呂廷璋。1986。礁膜 (Monostroma nitidum) 水溶性多醣的理化性質。 國立臺灣海洋學院水產食品科學研究所碩士學位論文。基隆,臺灣。
李冠青。2008。食品多醣、甲基化衍生物及降解物之抗氧化活性及對 腸腺癌細胞之抑制性。靜宜大學食品營養學系碩士學位論文。臺中,臺灣。
李慧玲。2008。紅麴素在人體的代謝試驗。大同大學生物工程研究所碩士論文。臺北,臺灣。
林岑穎、施姵岑、王瓊誼、馮家輝、廖友豪、汪復進、潘崇良。2008a。海菜寡醣水解液之抗凝血活性之研究。臺灣農業化學會年會,p. 90,(B13),2008 年6 月30 日,臺北。
林岑穎、施姵岑、卡伯特 (Bartosz Kazlowski)、馮家輝、柯孟宏、江孟燦、潘崇良。2008b。新洋菜寡醣之抗凝血活性。臺灣農業化學會年會,p. 91,(B14),2008年6月30日,臺北。
松島雅美。1987。水產加工品?寒天。New Food Industry。29: 46-48。
施姍汶。2006。海帶多醣水解液乳酸發酵產物之生理活性探討。國立 臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
施姵岑、林岑穎、李樵、王瓊誼、馮家輝、汪復進、潘崇良,2008a,石蓴寡醣水解液之抗凝血活性。臺灣農業化學會年會,p. 89,(B12),2008 年6 月30 日,臺北。
施姵岑、林岑穎、陳柏璇、卡伯特 (Bartosz Kazlowski)、吳彰哲、潘崇良,2008b,探討石蓴多醣水解液之抗氧化及抗日本腦炎病毒活性,臺灣保健食品學會年會,p. 66,(PA-034),2008 年2 月22 日,臺北。
施姵岑、林岑穎、廖友豪、王瓊誼、卡伯特 (Bartosz Kazlowski)、江孟燦、潘崇良,2008c,海菜寡醣抗凝血活性之探討。臺灣農業化學會年會,p. 88,(B11),2008 年6 月30 日,臺北。
洪英豪。2005。蜈蚣藻乳酸發酵液之抗氧化探討。國立臺灣海洋大學 食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
洪啟芳。2003。硫化程度對一些多醣及寡醣之抗凝血性質之探討。大同大學生物工程研究所碩士論文。臺北,臺灣。
袁景道。2001。海洋細菌 Pseudomonas vesicularis MA103 之agarase 發酵槽生產條件探討以及海藻多醣與經酵素水解所得寡醣之應用。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
康新楷、潘崇良。2007。雙叉桿菌 (Bifidobacteria) 利用海菜與龍鬚菜 寡多醣水解液做為Prebiotics之探討。臺灣保健食品學會年會,p. 63,(PA-038),2007 年3 月2 日,臺北。
康新楷。2007。Aeromonas salmonicida MAEF108 所產MAEF108 Agarse II之純化與特性研究暨經Agarase AS-II 水解所得藻類寡醣之生理活性探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
梁鳳鈺。1999。Pseudomonas vesicularis MA103 菌株所產洋菜?的純化與性質。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
許攸如。2008。水溶性幾丁聚醣-海帶粗多醣複合耐米脂製備及其生理功能特性與應用於化妝品之探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
廖國戚。2007。石蓴酒貯酒條件及對大鼠抗氧化活性探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
郭馨鎂。2006。海藻寡糖對雙叉桿菌之助生性及在發酵乳應用之研究。國立臺灣大學食品科技研究所碩士學位論文。臺北,臺灣。
陳本興。2003。澎湖地區青海菜成分特性分析。國立屏東科技大學食品科學系碩士學位論文。屏東,臺灣。
陳再發、紀美連、洗宜樂、薛月娥。1989。海菜化學組成、原料貯藏及加工之研究。臺水試澎所報彙集。8: 57-68。
陳姿元。2006。Aeromonas salmoniida MAEF108 菌株所產洋菜?的純化與性質之探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
陳慧苓。2008。黑木耳水萃物在化妝品應用的可行性評估。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
陳錫秋與高泉創。1983。青海菜及carrageenan對降低膽固醇之效果。中國水產。371: 5-13。
馮家輝、鍾佳華、李欣翰、卡伯特 (Bartosz Kazlowski)、潘崇良。2007。酸和agarases組合降解龍鬚菜多醣液所得寡醣之組成分析,臺灣 食品科學技術學會年會,2007年12 月07 日,彰化,B-57。
黃淑芳。1989。認識藻類。臺灣省立博物館出版。台北市。pp. 1-54。
黃淑芳。2000。臺灣東北角海藻圖錄。臺灣博物館。台北。pp. 23-25。
黃霨禎。2005。龍鬚菜寡糖水解物之製備及其抗氧化與抗至突變性之 探討與對雙叉桿菌生長影響。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
黃穰,廖婉茹。2003。海藻,來自海洋的保健草藥。科學發展。364:30-37。
劉育綾。2005。石蓴酒的釀造及其抗氧化活性分析。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
劉?婷、馮家輝、許志維、卡伯特 (Bartosz Kazlowski)、吳彰哲、潘崇良。2008a。海藻寡醣熱萃水解液之抗日本腦炎病毒活性評估。臺灣保健食品學會年會,p. 67,(PA-036),2008 年2 月22 日,臺北。
劉?婷、馮家輝、許志維、廖友豪、李樵、潘崇良。2008b。海藻寡醣 熱萃水解液之抗氧化活性評估。臺灣保健食品學會年會,p. 67,(PA-035),2008 年2 月22 日,臺北。
劉錦芬。2001。臺灣養殖龍鬚菜萃取物之免疫生理活性探討。國立臺灣海洋大學食品科學系碩士學位論文。基隆,臺灣。
德永隆久與日高秀昌。1991。寒天???糖?生產?利用。???????????????。49: 28-32。
蔡震壽、邱宗甫。1996。酵素處理海菜水解物與蛋白質結合物之乳化 性質。食品科學。23: 35-44。
蔡震壽、郭玉華。1994。海菜膠噴霧乾燥粉末的乳化特性。食品科學。21: 413-423。
蔡震壽、譚永慧。1990。多醣類對分離大豆蛋白質乳化物的乳化特性之影響。食品科學。17: 97-104。
龔建榮。2004。利用逆向液相層析儀搭配電噴灑游離串聯質譜法進行 大白鼠血漿中丹參酚酸B濃度之偵測。國立中正大學化學暨生物化學系碩士學位論文。嘉義,臺灣。
Abdel-Fattah, A. F., and M. Edrees. 1972. A study on the polysaccharide content of Ulva lactucal L. Plant Foods for Human Nutrition (Formerly Qualitas Plantarum) 22: 15-22.
Abe, S. and T. Kaneda. 1973. Studies on the effect of marine products on cholesterol metabolism in rats-VIII. The isolation of hypocholesterolemic substance from green laver. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries 39: 383.
Allouch, J., M. Jam, W. Helbert, T. Barbeyron, B. Kloareg, B. Henrissat, and M. Czjzek. 2003. The three-dimensional structures of two ��-agarases. Journal of Biological Chemistry 278: 47171-47180.
Anagnostidis, K. and J. Komarek. 1988. Modern approach to the classification system of cyanophytes. 3-Oscillatoriales. Algological Studies 50/53: 327-472.
AOAC. 1997. Offical Methods of Analysis. 16th edition Association of Official Analytical Chemists. Washington, DC, USA.
Araki, T., M. Hayakawa, Z. Lu, S. Karita, and T. Morishita. 1998a. Purification and characterization of agarases from a marine bacterium, Vibrio sp. PO-303. Journal of Bioscience and Bioengineering 6: 260-265.
Araki, T., Z. Lu, and T. Morishita. 1998b. Optimization of parameters for isolation of protoplasts from Gracilaria verrucosa (Rhodophyta). Journal of Marine Biotechnology 6: 193-197.
Aspinall, G. O. 1982. Isolation and fractionation of polysaccharides. In: The Polysaccharides Vol. I, pp. 19-34. Ed. by Aspinall, G. O. Academic Press Inc., New York.
Athukorala, Y., K.-W. Lee, S.-K. Kim, and Y.-J. Jeon. 2007. Anticoagulant activity of marine green and brown algae collected from Jeju Island in Korea. Biotechnology 98: 1711-1716.
Athukorala, Y., W.-K. Jung, T. Vasanthan, and Y.-J. Jeon. 2006. An anticoagulative polysaccharide from an enzymatic hydrolysate of Ecklonia cava. Carbohydrate Polymers 66: 184-191.
Biofiles. 2007. Carbohydrate analysis http://www.sigmaaldrich.com/catalog/search/SearchResultsPage/Expand, USA, Sigma-Alorich (March 20, 2009)
Bold, H. C., and M. J. Wynne. 1978. Introduction to the Algae. Prentice-hall. Press. p. 705-710.
Born, G. V. R., Cross, and M. J. 1963. The aggregation of blood platelet. The Journal of Physiology 168: 178-195.
Brasch, D. J., H. M. Chang, C. T. Chuah, and L. D. Melton. 1981. The galactan sulfate from the edible, red alga Porphyra columbina. Carbohydrate Research 97: 113-125.
Chen, H., X. Yan, P. Zhu, and J. Lin. 2006. Antioxidant activity and hepatoprotective potential of agaro-oligosaccharides in vitro and in vivo. Nutrition Journal 5: 31-43.
Chen, L. C.-M., J. S. Craigie, and Z. K. Xie. 1994. Protoplast production from Porphyra linearis using a simplified agarase procedure capable of commercial application. Journal of Applied Phycology 6: 35-39.
Chen, Y.-C., and Y.-M. Chiang. 1994. Development of protoplasts from Grateloupia sparsa and G. filicina (Halymeniaceae, Phodophyta). Botanica Marina 37: 361-366.
Ciferri, O. 1983. Spirulina, the edible microorganism. Microbiological Reviews 47: 551-578.
Clement, G., C. Giddy, and R. Menzi. 1967. Amino acid composition and nutritive value of the alga Spirulina maxima. Journal of the Science of Food and Agriculture 18: 479-501.
Corzo, A., J. J. Vegara, and M. C. Garcia-Jimenez. 1995. Isolation and flow cytometric characterization of protoplasts from marine macroalgae. Journal of Phycology 31: 1018-1026.
Dinis, T. C. P., V. M. C. Madeira, and L. M. Almeida. 1994. Action of phenolic derivative (acetaminophen, salicylite, and 5-aminosalicylite) as inhibitors of membrance lipid peroxidation and as peroxyl radical scavengers. Archives of Biochemistry and Biophysics 315: 161-169.
Dubois, M., K. A. Gilles, J. K. Hamilton, P. A.Rebers, and F. Smith. 1956. Colormetric method for determination of sugars and related substances. Analytical Chemistry 28: 350-356.
Fleurence, J., C. L. Coeur, S. Mabeau, M. Maurice, and A. Landrein. 1995. Comparison of different extractive procedures for proteins from the edible seaweeds Ulva rigida and Ulva rotundata. The Journal of Applied Phycology 7: 477-582.
Flodin, C. and F. B. Whitfield. 1999. 4-Hydroxybenzoic acid: a likely precursor of 2,4,6-tribromophenol in Ulva lactuca. Phytochemistry 51: 249-255.
Gyamfi, M. A., M. Yonamine, and Y. Aniya. 1999. Free-radical scavenging action of medicinal herbs from Ghana Thonningia sanguinea on experimentally-induced liver injuries. General Pharmacology 32: 661-667.
Ha, J. C., G. T. Kim, S. K. Kim, T. K. Oh, J. H. Yu, and I. S. Kong. 1997. ��-Agarase from Pseudomonas sp. W7: Purification of the recombinant enzyme from Escherichia coli and the effects of salt on its activity. Applied Biochemistry and Biotechnology 26: 1-6.
Hassid, W. Z. 1969. Biosynthesis of oligosaccharides in plants. Science 165: 137-144.
Hayashi, T., K. Hayashi, and I. Kojima. 1996. Calcium spirum spirularin, an inhibitor of enveloped virus replication, from a blue-green alga Spirulain platensis. The Journal of Nutrition 59: 83-87.
Hosoda, A., M. Sakai, and S. Kanazawa. 2003. Isolation and characterization of agar-degrading Paenigacillus spp. associated with the rhizosphere of Spinach. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry 67: 1048-1055.
Hu, B., Q. Gong, Y. Wang, Y. Ma, J. Li, and W. Yu. 2006. Prebiotic effects of neoagaro-oligosaccharides prepared by enzymatic hydrolysis of agarose. Anaerobe 12: 260–266.
Hu, S. P. and Pan, B. S. 2000. Modification of fish oil aroma using a macroalgal lipoxygenase. Journal of the American Oil Chemists' Society 77: 343-348.
Itoh, H., H. Noda, and H. Amano. 1993. Antitumor activity and immunological properties of marine algal polysaccharide, especially fucoidan, prepared from Sargassum thunbergii of phaeophycease. Anticaner Research 13(6A): 2045-52.
Jaffray, A. E. and V. E. Coyne. 1996. Development of an in situ assay to detect bacterial pathogens of the red alga Gracilaria gracilis (Stackhouse) Steentoft, Irvine et Farnham. Journal of Applied Phycology 8: 409-414.
Kang, N. Y., Y. L. Choi, Y. S. Cho, B. K. Kim, B. S. Jeon, J. Y. Cha, C. H. Kim, and Y. C. Lee. 2003. Cloning expression and characterization of a ��-agarase gene from a marine bacterium, Pseudomonas sp. SK 38. Biotechnology Letters 25: 1165-1170.
Kazlowski, B. and C. L. Pan. 2008. Separation and quantification of Monostroma-oligosaccharide from Monostroma nitidum and neoagaro-oligosaccharide from Gracilaria tenuistipitata products obtained via digestion of Aeromonas salmonicida MAEF108 ��-agarases by preparative HPLC and NMR analysis. June 30th, 2008. C42, p. 125. Agricultural Chemical Society of Taiwan, Taipei, Taiwan, R. O. C.
Kazlowski, B., C. L. Pan, and Y. T. Ko. 2008a. Separation and quanti?cation of neoagaro- and agaro-oligosaccharide products generated from agarose digestion by b-agarase and HCl in liquid chromatography systems. Carbohydrate Research 343: 2443–2450.
Kazlowski, B., K. Kaz?owska, C.-L. Pan, and G.-J. Tsai. 2008b. Stimulation on nitric oxide production in RAW 264.7 macrophages by defined chain lengths oligosaccharides derived from Gracilaria tenuistipitata and Monostroma nitidum. May 8th to 9th, 2008. BT-03, p. 270. International Conference of Advanced Research on Marine Bioresources, Keelung, Taiwan, R. O. C.
Kazlowski, B., Y. H. Chiu, C. L. Pan, and C. J. Wu. 2008c。Antiviral activity of sulfated oligosaccharides from algae Monostroma nitidum and Gracilaria tenuistipitata obtained by digestion of MAEF108 ��-agarases from Aeromonas salmonicida. June 30th, 2008. A49, p. 69. Agricultural Chemical Society of Taiwan, Taipei, Taiwan, R. O. C.
Kazlowski, B., Y.-T. Ko, and C.-L. Pan. 2007 Comparison of two neoagaro-oligosaccharide production systems in the quantification of their oligomer products generated from agarose by ��-agarase digestion. December 7th, 2007. B-56. Taiwan Association for Food Science and Technology, Changhua, Taiwan, R. O. C.
Kirimura, K., N. Masuda, Y. Iwasaki, H. Nakagawa, R. Kobayashi, and S. Usami. 1999. Purification and characterization of a novel ��-agarase from an alkalophilic bacterium, Alteromonas sp. E-1. Journal of Bioscience and Bioengineering 87: 436-441.
Kobayashi R, M. Takimasa, T. Suzuki, K. Kirimura, and S. Usami. 1997. Neoagarobiose as a novel moisturizer with whitening effect. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry 61: 162-163.
Kuo, J. M., A. Hwang, and D. B. Yeh. 1997. Purification, substrate specificity, and products of Ca2+-stimulating lipoxygenase from sea algae Ulva lactuca. Journal of Agricultural and Food Chemistry 45: 2055-2060.
Lahaye, M. and A. Robic. 2007. Structure and functional properties of ulvan, a polysaccharide from green seaweeds. Abstracts of Papers- American Chemical Society 8: 1765-1774.
Lahaye, M., D. Jegou, and A. Buleon. 1994. Chemical characteristics of insoluble glucans from the cell wall of the marune green alga Ulva lactuca (L) Thuret. Carbohydrate Research 262: 115- 125.
Lai, M. F., C. F. Li, and C. Y. Li. 1994. Characterization and thermal behavior of six sulphated polysaccharides from seaweeds. Food Hydrocolloids 8: 215-232.
Mao, W., X. Zang, Y. Li, and H. Zhang. 2006. Sulfated polysaccharides from marine green algae Ulva conglobata and their anticoagulant activity. Journal of Applied Phycology 18: 9-14.
Matsubara, K., Y. Mastsuura, A. Bacic, M.-L. Liao, K. Hori, and K. Miyazawa. 2001. Anticoagulant properties of a sulfate galactan preparation from a marin green alga, Codium cylindricum. Biomacromolecules 28: 395-399.
Miller, G. L. 1959. Use of dinitrosalicyclic acid reagent for determination of reducing sugar. Analytical Chemistry 31: 426-428.
Mollet, J. C., M. C. Verdus, and H. Morvan. 1995. Improved protoplast yield and cell wall regeneration in Gracilaria verrucosa (Huds.) Papenfuss (Gracilariles, Rhodophyta). Journal of Experimental Botany 46: 239-247.
Morrice, J. M.and M. W. McLean, W. F. Long, and F. B. Williamson. 1983a. Porphyran primary structure. An investigation using ��-agarase I from Pseudomonas atlantica and 13C-NMR spectroscopy. European Journal of Biochemistry 133: 673-684.
Morrice, L. M., M. W. Mclean, F. B. Williamson, and W. F. Long. 1983b. ��-agarase I and II from Pseudomonas atlantica purification and some properties. European Journal of Biochemistry 135: 553-558.
Nishide, E. 1981. Extraction of fructose containing polysaccharide from the brown alga Kjellmanidlla crassfolia. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries 47: 1233-1235.
Ohta, Y., Y. Nogi, M. Miyazaki, Z. Li, Y. Hayada, S. Ito, and K. Horikoshi. 2004. Enzymatic properties and nucleotide and amino acid sequences of a thermostable β-agarase from the novel marine isolate, JAMB-A94. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry 68: 1073-1081.
Okai, Y., H. Higashi-Okai, S. Ishizaka, and U. Yamashita. 1997. Enhancing affect of polysaccharides from an edible brown alga, Hijikia fusiforme (Hijihi), on release of tumor necrosis factor-alpha from macrophages of endotoxin-nonresponder C3H/HeJ mice. Nutrition and Cancer 27: 74-79.
Okai, Y., K. Higashi-Okai, S. Ishizaka, K. Ohtoni, I. Matsui-Yuasa, and U. Yamashita. 1998. Possible immunodulating activities in an extract of edible brown alga, Hijikia fusiforme (Hijihi). Journal of the Science of Food and Agriculture 76: 56-62.
Ortiz, J., N. Romero, P. Robert, J. Araya, J. Lopez--Herna’ndez, C. Bozzo , E. Navarrete, A. Osorio, and A. Rios. 2006. Dietary ?ber, amino acid, fatty acid and tocopherol contents of the edible seaweeds Ulva lactuca and Durvillaea antarctica. Food Chemistry 99: 98–104.
Pelegrin, Y. F., D. R. Robledo, and G. Garcia. 1995. Seasonal agar yield and quality in Gelidium canarieusis (Grunow) seoane-camba (Gelidiales, Rhodophyta) from gran canaria, Spain. The Journal of Applied Phycology 7: 141-144.
Percival, E. and R. H. McDowell. 1967. Chemistry and Enzymology of Marine Algae Polysaccharide. Vol. 2, pp. 26-50. Academic Press. New York.
Potin, P., C. Richard, C. Rochas, and B. Kloareg. 1993. Purification and characterization of the ��-agarase from Alteromonas agarlyticus (Cataldi) comb. nov., strain GJ1B. European Journal of Biochemistry 214: 599-607.
Qi, H., Q. Zhang, T. Zhao, R. Hu, K. Zhang, and Z. Li. 2006. In vitro antioxidant activity of acetylated and benzoylated derivatives of polysaccharide extracted from Ulva pertusa (Chlorophyta). Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters 16: 2441–2445.
Quemener, B., M. Lahaye, and C. Bobin-Dubigeon. 1997. Sugar determination in ulvans by a chemical-ezymatic method coupled to high performance anion exchage chromatography. Journal of Applied Phycology 9: 179-188.
Rochas, C., P. Potin, and B. Kloareg. 1994. NMR spectroscopic investigation of agarase oligomers produced by an ��-agarase. Carbohydrate Research 253: 69-77.
Sathivel, A., H. R. B. Raghavendran, P. Srinivasan, and T. Devaki. 2008. Anti-peroxidative and anti-hyperlipidemic nature of Ulva lactuca crude polysaccharide on D-Galactosamine induced hepatitis in rats. Food and Chemical Toxicology (in press).
Schroeder, D. C., M. A. Jaffer, and V. C. Coyne. 2003. Investigation of the role of a ��-(1-4) agarase produced by Pseudoalteromonas gracilis B9 in eliciting disease symptoms in the red alga Gracilaria gracilis. Microbiology 149: 2919-2929.
Shan, B. E., Y. Yoshida, E. Kuroda, and U. Yamashita. 1999. Immunomodulating activity of seaweed extract on human lymphocytes in vitro. International Journal of Immunopharmacology 21: 59-70.
Sieburth, J. M., and J. L. Tootle. 1981. Seasonality of microbial fouling on Ascophyllum nodosum (L.) Lejol, Fucus vesiculosus L., Polysiphonia lanosa (L.) Tandy and Chondrus crispus Stackh. Journal of Phycology 17: 57–64.
Singh, T. 1992. Agar and Agar Production. Infofish, Kuala Lumpur. pp. 1-25.
Soeda, S. and Ohmagari, Y. 1993. Preparation of oversulfated fucoidan fragments and evaluation of their antithrombotic activities. Annual Review of Immunology 19: 197-203.
Sogawa, K., T. Sumida, H. Hamakawa, T. Yamada, K. Matsumoto, and H. Matsuda. 1998. Inhibitory effect of a marine microalgal polysaccharide on telomerase activity in K562 cells. Research Communications in Molecular Pathology and Pharmacology 9: 259-265.
Sugano, Y., I. Terada, M. Arita, M. Noma, and T. Matsumoto. 1993. Purification and characterization of a new agarase from a marine bacterium, Vibrio sp. strain JT0107. Applied and Environmental Microbiology 59:1549-1554.
Suzuki, H., Y. Sawai, T. Suzuki, and K. Kawai. 2003. Purification and characterization of an extracellular ��-agarase from Bacillus sp. MK03. Journal of Bioscience and Bioengineering 95: 328-334.
Terho, T. T. and K. Hartiala. 1971. Method for determination of the sulfate content of glycosaminoglycans. Analytical Biochemistry 41: 471-476.
Turvey, J.R. and E. L. William. 1970. The structure of some xylans from red algal. Phytochemistry 9: 2383-2388.
Turvey, R. and J. Christison. 1967. The enzymic degradation of porphyran. The Biochemical Journal 105: 317-321.
Weinberger, F., B. Kloareg, and M. Friedlander. 2001. Structure-activity relationships of oligoagar elicitors towards Gracilaria conferta (Rhodophyta). Journal of Phycology 37: 53-54.
Weinberger, F., M. Friedlander, and W. Gunkel. 1994. Abacterial facultative parasite of Gracilaria conferta. Diseases of Aquatic Organisms 18: 135-141.
Whistler, R. L. 1965. Methods in Carbohydrate Chemistry. Academic Press, New York. Vol. 5, pp. 3-46.
Wu, S. C., T. N. Wen, and C. L. Pan. 2005. Algal-oligosaccharide-lysates prepared by two bacterial agarases stepwise hydrolyzed and their anti-oxidative properties. Fisheries Science 71: 1149-1159.
Yamamoto, M. 1980. Physicochemical studies on sulfated polysaccharides extracted from seaweeds at various temperatures. Agricultural and Biological Chemistry (Japan) 44: 589-593.
Yaphe, W. 1957. The use of agarase from P. altantica in the identification of agar in marine algae (Rhodophyceae). Canadian Journal of Microbiology 3: 987-993.
Yoshizawa, Y., A. Ametani, J. Tsunehiro, K. Nomura, M. Itoh, F. Fukui, and S. Kaminogawa. 1995. Macrophage stimulation activity of the polysaccharide fraction of a marine alga (Porphyra yezoensis): Structure-function relationships and improved solubility. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry 59: 1933-1937.
Young, K. S., S. S. Battacharjee, and W. Yahpe. 1978. Enzymic cleavage of the ��-linkages in agarose, to yield agaro-oligosaccharides. Carbohydrate Research 66: 207-212.
Yu, Pengzhan, N. Li, X. Liu, and G. Zhou. 2003. Antiperlipidemic effects of differernt molecular weight sulfated polysaccharides from Ulva pertusa (Chlorophyta). Pharmacological Research 48: 543-549.
Yuan, H., J. Song, X. Li, N. Li, and J. Dai. 2006. Immunomodulation and antitumor activity of k-carrageenan oligosaccharides. Cancer Letter 243: 228–234.
QRCODE
 
 
 
 
 
                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                               
第一頁 上一頁 下一頁 最後一頁 top
系統版面圖檔 系統版面圖檔